Влияние добавок витамина D3 на фекальный и оральный микробиом молочных телят в помещении или на пастбище
ДомДом > Блог > Влияние добавок витамина D3 на фекальный и оральный микробиом молочных телят в помещении или на пастбище

Влияние добавок витамина D3 на фекальный и оральный микробиом молочных телят в помещении или на пастбище

Oct 02, 2023

Том 13 научных докладов, Номер статьи: 9111 (2023) Цитировать эту статью

1 Альтметрика

Подробности о метриках

Витамин D (VitD) становится иммунным регулятором в дополнение к своей установившейся роли в обмене веществ и минеральном гомеостазе. Целью данного исследования было определить, модулирует ли VitD in vivo микробиом ротовой полости и фекалий у молочных телят голштинско-фризской породы. Экспериментальная модель состояла из двух контрольных групп (Ctl-In, Ctl-Out), которых кормили рационом, содержащим 6000 МЕ/кг VitD3 в заменителе молока и 2000 МЕ/кг в корме, и двух экспериментальных групп (VitD-In, VitD-Out) с 10 000 МЕ/кг VitD3 в заменителе молока и 4 000 МЕ/кг в корме. Одну контрольную и одну экспериментальную группы вывели на улицу после отъема примерно в 10-недельном возрасте. Образцы слюны и фекалий были собраны через 7 месяцев приема добавок, и анализ микробиома был проведен с использованием секвенирования 16S рРНК. Анализ различий Брея-Кёртиса показал, что как место отбора проб (оральный или фекальный), так и жилье (в помещении или на открытом воздухе) оказали значительное влияние на состав микробиома. Телята, содержащиеся на открытом воздухе, имели большее микробное разнообразие в образцах фекалий на основе показателей Observed, Chao1, Shannon, Simpson и Fisher по сравнению с телятами, содержащимися в помещении (P <0,05). Значительная взаимосвязь между содержанием и лечением наблюдалась для родов Oscillospira, Ruminococcus, CF231 и Paludibacter в образцах фекалий. Количество родов Oscillospira и Dorea увеличилось, а количество Clostridium и Blautia уменьшилось после добавления VitD в образцы фекалий (P <0,05). Взаимодействие между добавлением VitD и жильем было обнаружено по обилию родов Actinobacillus и Streptococcus в пробах из ротовой полости. Добавление VitD увеличило количество родов Oscillospira, Helcococcus и уменьшило количество родов Actinobacillus, Ruminococcus, Moraxella, Clostridium, Prevotella, Succinivibrio и Parvimonas. Эти предварительные данные свидетельствуют о том, что добавление VitD изменяет как оральный, так и фекальный микробиом. Теперь будут проводиться дальнейшие исследования, чтобы установить значение микробных изменений для здоровья и продуктивности животных.

Инфекционные заболевания существенно влияют на экономическую устойчивость молочных систем, а ежегодная смертность в раннем возрасте может составлять в среднем почти 10% телят, причем на некоторых фермерских предприятиях этот показатель значительно выше1. Кроме того, болезнь ставит под угрозу способность дополнительных телят достигать производственных целей и реализовывать свой генетический потенциал. Респираторные и кишечные бактерии и вирусы (респираторно-синцитиальный вирус, БВД, герпесвирус, кишечная палочка, ротавирус, сальмонелла) являются причиной большинства инфекционных заболеваний, поражающих молодняк молочных телят2,3. Неадаптивное начало жизни может продолжать снижать продуктивность крупного рогатого скота, а также способствовать восприимчивости к болезням в более позднем возрасте2. Таким образом, чтобы более адекватно удовлетворить потребности в благополучии молочных телят, в частности, и уменьшить нашу зависимость от антибиотиков в качестве лечения бактериальных инфекций, необходимы постоянные усилия по оптимальному укреплению естественной устойчивости к болезням и здоровья животных.

В раннем возрасте телята полагаются преимущественно на свою врожденную иммунную систему для защиты от болезней, поскольку адаптивная часть их иммунной системы постепенно развивается и достигает зрелости примерно через 6 месяцев после рождения4. Ключевым фактором оптимальной адаптации адаптивной иммунной системы и развития гомеостаза является создание микробиома. Считается, что первоначальные стартовые культуры для развития микроорганизмов получают из молозива, принимаемого сразу после рождения, хотя более поздние исследования показывают, что некоторое воздействие может происходить внутриутробно5. Новорожденный потребляет исключительно молочную диету, и считается, что колонизация кишечника начинается в подвздошной кишке, а затем распространяется на обширный развивающийся преджвачный тракт6,7. Установлен состав микрофлоры кишечника молодняка телят и отмечено преобладание Firmicutes. Однако по мере развития рубца и возникновения тканевых гомеостатических регуляторных механизмов в микробной последовательности происходят значительные динамические изменения8.

 0.05). Although the Ctl-Out group showed a tendency toward lower final weights at the end of the experiment, no significant differences in either initial weight or body weight gain was detected (P > 0.05; Supplementary Figure S1)./p> 70% on average) followed by Lachnospiraceae (15%) Clostridiaceae (3%), Peptostreptococcaceae (2%) and Rikenellaceae (1%) with the remainder of families being observed at less than 1% (Supplementary Table S1). At genus level Oscillospira (30% on average) was the dominant genera with Faecalibacterium (11%), Dorea (10%), Ruminococcus (6%), Prevotella (5%), CF231 (5%), Clostridium (3%) and Blautia (2%) being prominent (Supplementary Table S1)./p> 225 nucleotides and a read-quality score of > 27 were retained. The uclust function in Qiime was used to pick OTUs based on a sequence similarity of 97%. Singletons were removed, as only OTUs that were present at the level of at least two reads in more than one sample were retained while chimeric sequences were removed using ChimeraSlayer50,51. The GreenGenes database assigned OTUs to different taxonomic levels. A combination of the mormalized OTU table, experimental phenotypic data and the phylogenetic tree were combined to produce the phyloseq object for further analysis (http://www.r-project.org; version 3.5.0, accessed on 25 March). The dynamics of richness and diversity in the microbiota were computed with the observed, Chao1, Shannon, Simpson and Fisher indices. The Simpson and Shannon indices of diversity account for both richness and evenness parameters. The beta diversity measurements are a measure of separation of the phylogenetic structure of the OTU in one sample compared with all other samples. This was estimated by normalising the data so taxonomic feature counts were comparable across samples. Several distance metrics were considered, in order to calculate the distance matrix of the different multidimensional reduction methods. These included weighted/unweighted UniFrac distance and non-phylogenetic distance metrics (i.e., Bray–Curtis, Jensen–Shannon divergence and Euclidian) using phyloseq in R52,53. Differential abundance testing was performed on tables extracted from the phyloseq object at phylum, family and genus level. The data was analysed using the PROC Glimmix procedure within Statistical Analysis Software (SAS) 9.4 (SAS, 2013). The model assessed the main effects of treatment (Ctrl vs. VitD) and housing (Indoor vs. Outdoor) and their associated interaction with the individual calf being the experimental unit. 6 calves per treatment group were used for the statistical analysis of the relative bacterial abundances with the exception of VitD-In group in the oral samples which only contained four samples due to inadequate DNA in the swabs. Results are presented using Benjamini–Hochberg (BH) adjusted P values./p>